Le paludisme est de loin la maladie transmise par les insectes qui affecte le plus d’humains. Elle est provoquée par un parasite eucaryote unicellulaire, Plasmodium, qui est transmis à l’homme par un moustique vecteur, Anopheles. Chaque année, près de 500 millions de personnes contractent le paludisme et près de deux millions en meurent, principalement des enfants. Plusieurs stratégies ont été mises en oeuvre pour tenter de limiter la transmission du paludisme, notamment par le contrôle des populations de moustiques à l’aide d’insecticides. Si ces campagnes ont été efficaces dans les pays tempérés, le paludisme sévit toujours en Afrique, et le problème risque de s’aggraver avec l’émergence, chez les moustiques, de résistances aux insecticides, le développement par Plasmodium de résistances aux médicaments antipaludéens et le réchauffement de la planète. D’autres tentatives se sont concentrées sur la prévention de la transmission de la maladie à l’homme par la vaccination. Cependant, à ce jour, aucun vaccin efficace n’a été mis au point. Et si, au lieu d’éliminer les moustiques ou de soigner l’homme, on essayait de soigner les moustiques ? En effet, si l’on arrive à guérir les moustiques, on rompt le cycle de transmission de la maladie. Des résultats obtenus récemment nous permettent de mieux comprendre au niveau moléculaire les interactions entre le moustique et le parasite. Au cours de son développement chez le moustique, Plasmodium subit de nombreuses pertes, en particulier lors de la transition oocinète-ookyste (24-72 h après l’infection) (Figure 1). De plus, dans le cas extrême de deux souches de moustiques réfractaires sélectionnées au laboratoire, le développement du parasite est bloqué à ce même stade par son encapsulation mélanotique [1] (Figure 2C) ou par sa lyse [2]. Ces observations indiquent, d’une part, que le moustique est capable de développer une réponse antiparasitaire et, d’autre part, que cette réponse est particulièrement efficace dans les premiers jours après l’infection. Restait à prouver que c’était en effet le cas et à découvrir les molécules impliquées dans la réponse immunitaire du moustique. Afin d’aborder ce problème, nous avons choisi d’étudier les protéines à thioester (TEP, thioester-containing proteins) de l’anophèle. En effet, chez les vertébrés, les membres de cette famille sont impliqués dans la reconnaissance des pathogènes et dans l’activation des effecteurs de la réponse immunitaire. On y trouve, entre autres, les facteurs C3, C4 et C5 du complément, qui se lient à la surface des pathogènes et favorisent ainsi leur élimination par phagocytose ou par lyse cellulaire. L’analyse du génome de l’anophèle [3] a permis d’identifier15 gènes TEP [4]. Leur comparaison avec les TEP d’un autre insecte, la drosophile, nous a permis d’identifier celles, parmi ces protéines TEP, qui sont spécifiques du moustique (n’ayant pas d’orthologue chez la mouche) : on retrouve toutes celles dont l’expression est inductible lors d’une infection. Il est probable que les protéines TEP spécifiques de l’anophèle se soient diversifiées en réponse à l’environnement pathogénique très particulier du moustique. L’analyse fonctionnelle de ces gènes devrait permettre de mieux comprendre la réponse antiparasitaire du moustique. De nombreux autres gènes potentiellement impliqués dans la réponse immunitaire du moustique ont été identifiés soit parce qu’ils présentent une homologie avec des gènes de l’immunité présents chez d’autres insectes, soit parce que leur expression est modulée lors d’une infection [5]. Cependant, leur rôle n’avait pas été confirmé par une analyse fonctionnelle. En effet, nombreuses sont les limitations inhérentes à la biologie des moustiques qui font obstacle à l’utilisation des méthodes classiques de génétique. Nous avons donc adapté la technique d’interférence par l’ARN chez l’anophèle afin d’inhiber spécifiquement l’expression des gènes et de pouvoir en déduire leur fonction [6]. Tout d’abord …
Parties annexes
Références
- 1. Collins FH, Sakai RK, Vernick KD, et al. Genetic selection of a Plasmodium-refractory strain of the malaria vector Anopheles gambiae. Science 1986 ; 234 : 607-10.
- 2. Vernick KD, Fujioka H, Seeley DC, et al. Plasmodium gallinaceum : a refractory mechanism of ookinete killing in the mosquito, Anopheles gambiae. Exp Parasitol 1995 ; 80 : 583-95.
- 3. Holt RA, Subramanian GM, Halpern A, et al. The genome sequence of the malaria mosquito Anopheles gambiae. Science 2002 ; 298 : 129-49.
- 4. Christophides GK, Zdobnov E, Barillas-Mury C, et al. Immunity-related genes and gene families in Anopheles gambiae. Science 2002 ; 298 : 159-65.
- 5. Blandin S, Levashina EA. Mosquito immune responses against malaria parasites. Curr Opin Immunol 2004 ; 16 : 16-20.
- 6. Blandin S, Moita LF, Kocher T, et al. Reverse genetics in the mosquito Anopheles gambiae : targeted disruption of the defensin gene. EMBO Rep 2002 ; 3 : 852-6.
- 7. Levashina EA, Moita LF, Blandin S, et al. Conserved role of a complement-like protein in phagocytosis revealed by dsRNA knockout in cultured cells of the mosquito, Anopheles gambiae. Cell 2001 ; 104 : 709-18.
- 8. Blandin S, Shiao SH, Moita LF, et al. Complement-like protein TEP1 is a determinant of vectorial capacity in the malaria vector Anopheles gambiae. Cell 2004 ; 116 : 661-70.
- 9. Osta MA, Christophides GK, Kafatos FC. Effects of mosquito genes on Plasmodium development. Science 2004 ; 303 : 2030-2.